برنج قهوه‌ ای و دانه‌های گندم کامل (گندم سبوس‌دار): تاثیر جاذب اکسیژن بر ذخیره اسیدهای چرب آزاد حین انبارش و نگهداری

چکیده مقاله

رنسید شدن پیاپی چربی‌های موجود در مواد غذایی سبوس‌دار مانند برنج قهوه‌ای و گندم سبوس‌دار، برای تولیدکنندگان گندم مشکل ایجاد می‌کنند. بنابراین حذف فرآیند فساد چربی‌های موجود در طول زمان پس از برداشت دانه‌ها برای سودآوری بیشتر از اهمیت بالایی برخوردار است.

در این مطالعه تاثیر جاذب اکسیژن بر کاهش سرعت خرابی و فساد دانه‌های سبوس‌دار مورد بررسی قرار گرفته است. دانه‌ها و آرد برنج قهوه‌ای و دانه‌های گندم کامل به مدت ۸ هفته در ۴ درجه سلسیوس و ۲۶ درجه سلسیوس، به همراه جاذب اکسیژن و بدون آن نگهداری شدند.

توده اسیدهای چرب آزاد در دانه‌های سبوس‌دار در طول زمان نگهداری با آسیاب نمودن و جدا کردن سبوس‌ها افزایش یافت. آردسازی (آسیاب نمودن) و نگهداری در دمایی نسبتا بالا (۲۶ درجه سلسیوس) انجام گرفت. دلیل این شرایط نگهداری، فعالیت‌های شبیه‌سازی شده مربوط به هیدرولیز چربی‌ها بود.

هنگامی که جاذب اکسیژن افزوده شد و در محفظه به درستی بسته شد، توده اسیدهای چرب آزاد FFAs (Free Fatty Acids در دانه‌های آسیاب نشده در هر دو مورد مقادیر مطلق اسیدهای لینولئیک لیپیدها و در کل توکوکرومانولها در این دانه‌های آسیاب نشده را کاهش داده و با افزودن جاذب اکسیژن به سیستم نگهداری این متغیرها را سرکوب می‌کند. دلیل این اتفاق را می‌توان بوسیله خاصیت ضد اکسید کنندگی جاذب اکسیژن توجیه نمود.

این نتایج نشان دادند که افزودن جاذب اکسیژن به سیستم نگهداری دانه‌های آسیاب نشده تحت شرایطی موثر واقع می‌شود که فعالیت‌های هیدرولیتیکی چربی‌ها سرکوب شوند.   

مقدمه

دانه‌های آسیاب نشده و سبوس دار مانند برنج قهوه‌ای و دانه‌های گندم کامل از لحاظ ارزش غذایی نسبت به دانه‌های آسیاب شده و بدون سبوس (مانند آرد سفید) برتری قابل توجهی دارند، زیرا دارای مواد معدنی فراوان، فیبر رژیمی و سایر مواد مغذی هستند.

به علاوه آن ‌ها نسبت به آسیاب شده‌ها از فواید بیشتری برخوردار هستند، همچنین به نظر می‌رسد که آن‌ها یکی از مواد غذایی خام مهم در کشورهای آسیایی باشند.

با این وجود فساد و خرابی چربی‌ها در این دانه‌های آسیاب نشده در مقایسه با دانه‌های بدون سبوس بسیار بیشتر است. دلیل این اتفاق را می‌توان در وجود چربی‌ها و آنزیم‌های خرابی چربی موجود در سبوس و ریشه آن دانست.

از آنجایی که خرابی چربی‌ها در دانه‌های سبوس‌دار مسئول از دست دادن مواد غذایی است، تولید و گسترش تکنیک‌های جلوگیری از آن نه تنها برای کنترل کیفیت بلکه برای افزایش مصرف دانه‌های سبوس‌دار از اهمیت نسبتا بالایی برخوردار است. بسیاری از محققان ثبات و پایداری نگهداری برنج سبوس‌دار و آرد گندم را به دلیل مصارف صنعتی آن‌ها مورد مطالعه قرار داده‌اند. برای مثال نگهداری برنج سبوس‌دار در دماهای بالا بررسی شد. نتیجه این بود که دمای بالا باعث هیدرولیز چربی به صورت مکرر شده و از این رو باعث اکسیداسیون و رنسید شدن چربی‌ها می‌گردد.

در مورد مطالعه آرد گندم، مشاهده شد که فرآیند فساد و خرابی چربی‌ها به شرایط آرد سازی آن‌ها و اندازه ذرات آرد بستگی دارد. با این حال، اطلاعات اندکی درباره پایداری و ثبات نگهداری چربی‌های موجود در مغزهای کامل این دانه‌های سبوس‌دار مانند برنج قهوه‌ای و دانه‌های گندم کامل وجود دارد. علاوه بر این، مطالعات مقایسه‌ای درباره خرابی چربی‌ها در میان مغزها و آرد این دانه‌های سبوس‌دار برای رشته‌های صنایع غذایی ضروری هستند.

در سال‌های اخیر، چندین تکنولوژی بسته‌بندی به منظور افزایش طول عمر مفید مواد غذایی مختلف به شکل متناوب گسترش یافته‌اند. در بین آن‌ها، دی‌اکسیدایزر (با نام جاذب اکسیژن)، یکی از گسترده‌ترین و پرمصرف‌ترین روش‌هایی است که مورد استفاده قرار گرفته است.

در میان جذب‌کنندگان شیمیایی اکسیژن، پودر آهن فرآوری شده که اکسیژن موجود در اتمسفر را جذب می‌کند و در نتیجه خودش اکسید می‌شود، به طور گسترده‌ای با نام جاذب اکسیژن شناخته می‌شود.

برای مثال ایج‌لس (شرکت گاز شیمیایی میتسوبیشی در ژاپن) به منظور کاهش سطح غلظت اکسیژن موجود در اتمسفر به کمتر از ۰.۱٪ از طریق یک سری واکنش‌های شیمیایی که منجر به تولید فروس اکسید (Fe2þ) می‌شود، البته هنگامی که در محفظه‌ای نشت‌ناپذیر بسته‌بندی شود.

در مطالعات قبلی، این نوع جاذب اکسیژن به صورت موفقیت آمیزی برای نگهداری چندین نوع غلات صبحانه و مغزهای آجیل مورد استفاده قرار گرفته بود (Doblado-Maldonado et al., 2012; Jensen, Sorensen, Brockhoff, & Bertelsen, 2003; Li-Xin & Fang, 2010; Mexis & Kontominas, 2010;Pastorelli, Valzacchi, Rodriguez, & Simoneau, 2006; Rose et al.,2008; Tarr & Clingeleffer, 2005; Yoshida et al., 2011). در مورد کاربرد جاذب اکسیژن برای سیستم نگهداری دانه‌های سبوس‌دار، تاثیر جاذب اکسیژن بر روی فرآیند‌های خرابی و فساد چربی‌ آن‌ها باید مورد بررسی و آزمایش قرار گیرد.

به این منظور، مغز‌ها و آرد برنج قهوه‌ای، جوانه برنج و دانه‌های گندم کامل تحت شرایط مختلفی به همراه جاذب اکسیژن یا بدون آن در این تحقیق مورد بررسی و مطالعه قرار گرفتند.   خرابی و زوال چربی‌های مربوط به دانه‌ها در مدت زمان نگهداری معمولا با هیدرولیز چربی‌ها آغاز شده و بوسیله لیپاز (لیپاز به هر نوع آنزیمی گفته می‌شود که هیدرولیز چربی‌ها را سرعت می‌بخشد و مانند یک کاتالیزور عمل می‌کند) این واکنش صورت گرفته و اسیدهای چرب آزاد free fatty acids (FFAs) منتشر می‌شوند.

بدلیل اینکه اسیدهای چرب آزاد یا FFAs یکی از واسطه‌های فرآیند خرابی چربی‌ها بوده و متعاقبا بوسیله واکنش‌های متفاوت مانند واکنش‌های اکسیداسیون شیمیایی و بیولوژیکی رو به زوال بودند، در این آزمایش فعالیت‌های هیدرولیکی مربوط به لیپاز با استفاده از  مقادیر منتشر شده اسیدهای چرب آزاد یا همان FFAs قابلیت بدست آوردن و محاسبه مستقیم ندارد.

با این وجود، ردیابی توده اسیدهای چرب آزاد قادر است تا تفاوت‌های میان نرخ هیدرولیز چربی‌ها و واکنش‌های زوال دیگر را بیان و اندازه‌گیری نماید. مقایسه اسیدهای چرب آزاد در مغزها و دانه‌های نگهداری شده به همراه جاذب اکسیژن و بدون آن به شما درباره تاثیر جاذب اکسیژن بر روی زوال چربی‌ها در طول این فرآیند گزینه‌های خوبی را پیشنهاد می‌دهد.

در این مطالعه، علاوه بر توده اسیدهای چرب آزاد، محتوای کامل توکوکرامانول و مقادیر مطلق اسیدهای چرب غیر اشباع در دانه‌های نگهداری شده در شرایط شبیه‌سازی شده به منظور تخمین آثار آنتی‌اکسیدانی جاذب‌های اکسیژن مورد تحقیق و بررسی قرار گرفت.

۲- مواد و روش‌ها

۲.۱- مواد

دانه‌های بالغ و کامل رشد یافته برنج و دانه‌های بالغ گندم که در این تحقیق مورد بررسی قرار گرفتند هدایایی از طرف موسسه ملی دانش برداشت محصول، موسسه ملی کشاورزی و سازمان تحقیق غذا بودند. دانه‌های برنج در ایباراکی، ژاپن و در زمان پاییز سال ۲۰۱۰ برداشت شدند.  دانه‌های گندم در هوکایدو ژاپن و در بهار ۲۰۱۰ بدست آمدند.

سوسک‌های دانه ها به صورت مکانیکی خارج شدند (برای آماده سازی برنج نیمه فرو رفته مانند برنج همراه با جوانه)، همچنین این دانه‌ها با یک ماشین آسیاب‌کننده داخلی. آسیاب شدند. مغزهای برنج به همراه ریشه و به صورت دستی جدا شده و انتخاب شدند تا مغزهایی که ترک خورده و یا آسیب دیده بودند حذف شوند.

۲.۲- محلول‌ها 

رنگ‌نگاری لایه نازک یا Thin layer chromatography (TLC) مربوط به پلیت‌ها (سیلیکاژل ۶۰، ابعاد ۲۰ در ۲۰ با ضخامت ۰.۲۵ میلی‌متر) از مرک بدست آمدند (Darmstadt, Germany).

ترکیب استاندارد TLC که حاوی تری‌گلیسرول (TAG)، دیاسیل‌گلیسرول (DAG)، مونوسیل‌گلیسرول (MAG) و اسیدهای چرب آزاد یا FFAs می‌باشد، از تامین‌کننده ناکالای تسک (کیوتو، ژاپن) خریداری شدند.

به عنوان استانداردی برای اندازه‌گیری، توکوفرول‌ها (توکوفرول آلفا، بتا، گاما و سیگما) و توکوترینول‌ها (توکورینول‌های آلفا، بتا، گاما و سیگما) هدایای ارزشمندی از شرکت مواد شیمیایی غذایی ایزای Eizai (توکیو، ژاپن) بودند و ۲،۲،۵،۷ و ۸ پنتامتیل هیدروکسی‌کرومان از صنایع شیمیایی Wako Pure بدست آمد.

برای آنالیز و بررسی ترکیب اسیدهای چرب، چندین استاندارد متیل استر اسید چرب یا  fatty acid methyl ester (FAME) از صنایع شیمیایی Wako Pure خریداری شد (اوساکا، ژاپن). برای حلال‌های HPLC، هگزان، استونیتریل و ایزوپروپانول، درجه‌ی تحلیلی از صنایع شیمیایی Wako Pure و Kanto Chemical (واقع در توکیو، ژاپن) بدست آمد.

محلول‌های شیمیایی، شامل پتاسیم‌هیدروکیسد، سدیم‌سولفات بدون آب، سدیم‌ کلراید، هیدروکسیولولن بوتیله‌شده butylated hydroxytoluene  (BHT)، از صنایع شیمیایی Wako Pure و Kanto Chemical بدست آمد.

۲.۳- انبارش و نگهداری دانه‌ها

دانه‌های آسیاب‌نشده (حدود ۱۰۰ گرم) درون محفظه‌ها قرار داده شده و در دمای ۴ درجه سلسیوس و یا ۲۶ درجه سلسیوس در تاریکی درون یک انکوباتور نگهداری شدند.

برای نگهداری در غلظت اکسیژن پایین، یک جاذب اکسیژن موجود به صورت تجاری (Ageless, 25gr Mitsubishi Gas Chemical Company, Tokyo, Japan) در کیف‌های مخصوص بسته‌بندی که نفوذپذیری اکسیژن بسیار پایینی داشتند قرار داده شدند. بسته (کیف) به روش پرس حرارتی و توسط دستگاه و در دمای ۴ درجه یا ۲۶ درجه سلسیوس نگهداری شد.

غلظت اکسیژن در داخل بسته‌بندی در طول دوره‌های مختلف نگهداری کمتر از ۰.۱٪ بود، که توسط یک صفحه شاخص اندازه‌گیری شد (Mitsubishi Gas Chemical Company, Tokyo,Japan). رنگ آن هنگامی که غلظت اکسیژن کمتر از ۰.۱٪ بود از آبی به صورتی تغییر یافت. علاوه بر نمونه‌هایی که حاوی مغز دانه‌های آسیاب‌نشده بودند، نمونه‌های حاوی آرد نیز آماده شدند.

هر دانه (برنج قهوه‌ای، برنج به همراه ریشه و دانه گندم کامل) با یک آسیاب‌کننده داخلی (Miller 800DG, Iwatani Co., Tokyo, Japan) به پودر تبدیل و آسیاب شده و پس از مدتی ادامه فرآیند آسیاب در یک هاون انجام شد. نمونه‌های حاوی آرد نیز تحت شرایط مشابهی مانند مغز‌ها نگهداری شدند.

پس از ۴،۲ و ۸ هفته مغزها و آرد سه نوع مختلف دانه‌ها از محفظه‌های نگهداری خارج شدند و چربی‌ها و توکوکرومانول‌های آن‌ها استخراج شد. استخراج‌های سه‌گانه و اندازه‌گیری‌ها بر روی یک نوع از نمونه‌های نگهداری شده انجام شد.

۲.۴- استخراج چربی‌ها

برای استخراج چربی‌ها از دانه ها (برنج قهوه‌ای، برنج به همراه ریشه و دانه گندم کامل) حدود ۲۰ گرم از مغز هر یک از دانه‌ها توسط یک آسیاب‌کننده داخلی و در یک هاون، آسیاب و به پودر تبدیل شد.

برای نمونه‌های حاوی آرد، آن‌ها به طور مستقیم برای استخراج چربی ها مورد استفاده قرار گرفتند. برای هر نمونه پودر شده (۲ گرم) چربی کل به وسیله روش استخراج مایع تحت فشار  یا Pressurized Fluid Extraction (PFE) با استفاده از دستگاه Speed Extractor (E-916, Nihon BUCHI K.K., Tokyo, Japan) استخراج شد.

با استفاده از n-hexane ( میلی‌لیتر ۱۰) به عنوان حلال استخراج، فرآیند استخراج به مدت سه دفعه در دمای ۱۰۰ درجه سلسیوس در مدت ۱۰ دقیقه تحت گاز نیتروژن تکرار شد. شاخص Aqueous KCl (0.75%, 2 ml) به فرآیندهای استخراج ترکیب‌شده اضافه شد.

پس از فاز جداسازی، لایه هگزان به وسیله anhydrous Na2SO4 جمع‌آوری و خشک شد. حلال نیز با استفاده از یک دستگاه تبخیر کننده دوار (R-210, Nihon BUCHI K.K.) و در معرض جریان گاز نیتروژن تغلیظ شد.

وزن چربی‌های باقی مانده به منظور تعیین محتوای چربی‌ها اندازه‌گیری شد و سپس در منفی ۳۰ درجه سلسیوس تا زمان آنالیز و بررسی های بعدی نگهداری شد.

به منظور مقایسه کیفیت و کمیت چربی‌هایی که به وسیله روش PFE استخراج شدند با آن‌هایی که به وسیله روش‌های قرار دادی استخراج شدند، چربی‌های برنج قهوه‌ای نیز با روش Folch استخراج شدند (Folch,Lee, & Stoane-Stanley, 1957). به علاوه، روش استخراج هیدرولیز اسید به منظور آماده‌سازی چربی‌ها از برنج قهوه‌ای بر طبق روش استاندارد JOCS انجام شد.

۲.۵- ترکیب اسیدهای چرب

برای متیلاسیون چربی‌ها، مقدار ۲۰ میلی گرم از چربی‌ استخراج شده از دانه‌ در یک ویال کوچک قرار داده شده و وزن آن اندازه گیری شد.   هنگامی که مقدار مطلق هر FAME در چربی استخراج شده اندازه‌گیری شد، مارگاریک اسید (C17:0, 1.0 mg) به ویال مذکور اضافه شد.

متیلاسیون دو مرحله‌ای مربوط به چربی‌ها نسبت به FAMEs با استفاده از پتاسیم هیدروکسید 0.5 M در متانول و تری فلوئورید بور در متانول methanol (boron trifluoride-methanol complex  in methanol; Wako Pure Chemicals Industries, Ltd.) مطابق با روش استاندارد JOCS  بدست آمد.

غلظت نهایی FAME ها به ۵ الی ۱۰ mg/ml در n-hexane ها تغییر داده شد. بر اساس روش استاندارد JOCS، شاخص‌های FAME با استفاده از دستگاه کروماتوگرافی گازی   Shi-madzu GC-2010 که درون آن یک انژکتور انشعابی (در دمای ۲۵۰ درجه سلسیوس) و یک سنسور (آشکارساز) یونیزاسیون شعله همراه با محلول یکپارچه سازی سیستم (Shimadzu) قرار داده شده بود، مورد آنالیز و بررسی قرار گرفتند.

 یک ستون SP-2560 با مشخصات زیر: 

 (۱۰۰ متر در ۰.۲۵ میلی‌متر ID, و ۰.۲ میکرومتر ضخامت ورقه آن بوده) بهینه‌سازی شد.

دمای ستون برای مدت ۱۰ دقیقه در ۱۶۰ درجه سلسیوس باقی ماند، سپس تا ۲۳۰ درجه سلسیوس و با سرعت ۲ درجه سلسیوس بر دقیقه افزایش یافت، همچنین برای مدت ۱۵ دقیقه در ۲۳۰ درجه سلسیوس باقی ماند.

در سرعت ۲۳.۶ سانتی‌متر بر ثانیه و در دمای ۱۸۰ درجه سلسیوس،گاز هلیوم Helium (>99.99995%) به عنوان گاز حامل مورد استفاده قرار گرفت. نسبت بر روی 50:1 تنظیم شده بود.

نقطه اوج هر کدام از FAME ها با استفاده از استانداردهای FAME و اطلاعات قبلی منتشر شده، شناسایی و مشخص شد (AOCS, 2005; JOCS,2003b). این وضعیت بررسی و آنالیز، وضوح کافی و شفاف برای هر نقطه اوج FAME در چربی‌های استخراج شده از دانه‌ها به منظور تعیین ترکیب اسیدهای چرب و مقدار مطلق هر FAME را تامین کرد.

۲.۶- رنگ‌نگاری (کروماتوگرافی) لایه نازک

فرایند فساد و خرابی چربی موجود در دانه‌ها در حین نگهداری با استفاده از روش رنگ‌نگاری لایه نازک thin layer chromatography (TLC) تشخیص داده شد.

هر یک از چربی‌های استخراج شده در حلال n-hexane/diethylether (87/13, v/v) حل شدند. نتیجه این کار تولید یک محلول ۵ میلی‌گرم\میلی‌لیتر بود. یک نمونه ۲۰ میکرولیتری از محلول (۰.۱ میلی‌گرم چربی‌ها) جدا شد و بر روی سیلیکا ژل ۶۰ پلیتی در سیستم حلال اسید n-hexane/diethylether/acetic قرار داده شد.  پس از آماده‌سازی و توسعه، چربی‌ها به وسیله ریختن سولفوریک اسید تغلیظ شده در پلیت‌ها مشاهده شدند و مورد بررسی قرار گرفتند.

۲.۷- آنالیز اسیدهای چرب آزاد

محتوای FFA موجود در چربی های استخراج شده از دانه‌ها به وسیله روش فلورومتری HPLC با استفاده از آنتریل دیازومتان ۹ 9-anthryldiazomethane مورد بررسی قرار گرفتند (ADAM, Funakoshi, Co., Ltd., Tokyo, Japan). 

وزن یک بخش از چربی‌های استخراج شده در یک تیوب کوچک به طور دقیق اندازه‌گیری شد و در n-hexane حل شد تا یک محلول ۱۰ میلی‌گرم\میلی لیتر تولید شود.پس از رقت ۱۰۰۰ برابر، نمونه‌ای (حاوی ۰.۵ گرم چربی) به یک تیوب کوچک تازه که حاوی تریدکانوئیک اسید بود منتقل شد (C13:0, 0.01 mg) و به عنوان استاندارد داخلی مورد استفاده قرار گرفت، همچنین حلال تحت گاز هیدروژن خارج شد.

محلول ADAM که در استون حل شده بود، به تیوب چربی‌های استخراج شده و تریدکانوئیک اسید اضافه شد، و مخلوط بدست آمده به وسیله روش برچسب زدن فلورومتری فراصوت  sonication Fluorometric labeling گروه‌های کربوکسیل FFA حل شد و توسط محلول ADAM این امکان را پیدا کرد تا در طول شب و در دمای اتاق، در تیوب نمونه عمل کند.

مشتقات اسیدهای چرب با برچسب فلوئورسانس بوسیله HPLC جدا شدند،  که شامل یک پمپ (JASCO model PU-880, Japan Spec-troscopic Co., Ltd., Tokyo, Japan)، فر افقی column oven (Shimadzu CTO-20AC, Shimadzu, Kyoto, Japan, hs، اسپکترومتر فلوئورسانس (Shi-madzu RF-10AXL spectrofluorometer)، و یک دستگاه مدیریت کننده کروماتوگرافی (EZChrom, GL-Sciences, Tokyo, Japan) می شدند. دستگاه تزریق‌کننده یک Rheodyne Model 7725-022 بود. فرآیند جداسازی بر روی کازمو سیل کولستر COSMOSIL Cholester C18 column (250 mm  4.6 mm I.D., Nacalai Tesque) انجام شد.

قسمتی از نمونه (۱۰ میکرولیتر) تزریق شد، سپس به طور کامل با استونیتریل (۱۰۰٪) با نرخ جریان ۱۰ میلی‌گرم\دقیقه شسته شد. تشخیص به وسیله نظارت و مشاهده شدت فلوئورسانس در ۴۲۵ نانومتر (تحریک excitation در ۳۲۵ نانومتر) انجام شد.

۲.۸- بررسی توکوکرامانول‌های کامل 

توکوکرامانول‌ها (توکوفرول‌ها و توکوترینول‌ها) براساس روش قبلی و با اصلاح اندازه نمونه از دانه‌های آسیاب‌نشده استخراج شدند (Peterson & Qureshi, 1992; Shin &Godber, 1993). به طور خلاصه، دانه‌های آسیاب‌نشده، آسیاب و به پودر تبدیل شدند و ۰.۵ گرم از هر نمونه به لوله آزمایش منتقل شد. پس از اضافه نمودن اتانول، محلول NaCl سدیم کلراید (۱۰گرم\لیتر آب) و محلول پیروگالول (۶۰ گرم\لیتر اتانول) نمونه‌ها با محلول پتاسیم هیدروکسید (10 N in water) در طول یک شبانه روز تبدیل به کف شدند. پس از فرآیند کف‌سازی، محلول سرد شده سدیم کلراید و n-hexane/ethylacetate (9/1, v/v) یا n- هگزان / اتیل استات به نمونه اضافه شدند، سپس به شدت مخلوط شدند.پس از سانتریفیوژ شدن در ۴۸۰۰ گرم برای مدت ۱۰ دقیقه، محلول بالای رسوب جمع‌آوری شد. فرآیند استخراج دو مرتبه تکرار شد و ‌ذرات محلول بالای رسوب (که ترکیب شده بودند) تبخیر شدند.باقیمانده در ۲ میلی‌لیتر الکل ایزوپروپیل (۲٪) در n- هگزان حل شد و از طریق پوسته یک فیلتر ۰.۲ میکرومتری، تصفیه شد.

پس از اضافه نمودن 2،2،5،7،8-پنتامتیل-6-هیدروکسیل کرومان یا 2,2,5,7,8-pentamethyl-6-hydroxylchroman (که به طور مخفف PMH نامیده می‌شود) به عنوان یک استاندارد داخلی، میزان ۱۰ میکرولیتر برای آنالیز و بررسی کروماتوگرافی تزریق شد. فرآیند جداسازی کروماتوگرافی توکوکرامانول‌ها با روش فاز نرمال یا normal phase بر اساس روش‌ قبلی (Shin & Godber, 1993) انجام شد. یک بسته شیم (Shim-pack)  با فرمول و ابعاد CLC-NH2(150 mm  4.6 mm i.d., 5 mm particle size) مورد استفاده قرار گرفت و فرآیند تشخیص و شناسایی در طول موج برانگیختگی ۲۹۸ نانومتر و یک طول موج انتشار ۳۲۵ نانومتر انجام شد. مقدار توکوکرامانول‌های کامل موجود در دانه‌ها از مجموع مقادیر هر توکوفرول و هر توکوترینول محاسبه شد.

۲.۹ آنالیز و بررسی آماری

داده‌ها به عنوان میانگین +- انحراف معیار (SD) قرار داده شدند. نتایج بوسیله چندین روش مختلف آزمایش شدند تا تفاوت‌های محسوس در گروه‌های مختلف شناسایی گردد. مقادیر آشکارساز P<0.05 به عنوان مقادیر محسوس در نظر گرفته شدند. تمامی بررسی‌ها و آنالیز‌ها با استفاده از نرم‌افزار StatView انجام گرفت (Abacus Concepts, Berkeley, CA, USA).

۳- بحث و نتیجه‌گیری

۳.۱ استخراج چربی

استخراج چربی کامل از دانه‌ها معمولا به یک روش هیدرولیز اسید یا بوسیله روش Folch انجام می‌شود، که توسط انجمن رسمی شیمی‌دانان تحلیلی روش رسمی Association of Official Analytical Chemists Official Method (AOAC,1995) و جامعه استاندارد شیمیدانان نفت ژاپن  Japan Oil Chemists’ Society Standard Method (JOCS, 2003b) و غیره پیشنهاد می‌شوند. با این وجود در این مطالعه فرآیند استخراج چربی‌ها از دانه‌ها به‌ وسیله روش استخراج مایع تحت فشار (PFE) که مخفف pressurized fluid extraction می‌باشد، انجام گرفت.

ابتدا اثربخشی استخراج چربی‌ها در میان این سه روش استخراج مورد بررسی قرار گرفت و مقایسه شد: محتوای استخراج شده چربی موجود در برنج قهوه‌ای به روش PFE، روش Folch و روش هیدرولیز اسید(acid hydrolysis) به ترتیب عبارت بودند از :

(از دانه‌ها)۱۰۰گرم\گرم۰.۱+- ۲.۶ 

۱۰۰ گرم\۰.۱ گرم+- ۲.۵

۱۰۰گرم\گرم۰.۲+-۲.۶

این اعداد و ارقام بیانگر تفاوت اندک در کارایی و اثربخشی استخراج چربی‌ها در بین سه روش مذکور است. بنابراین کارایی این سه روش تقریبا یکسان و نزدیک به هم است، در قسمت بعدی، ترکیبات اسیدهای چرب مربوط به چربی‌های استخراج شده از برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم کامل بوسیله روش PFE در جدول ۱ خلاصه شدند.

مقایسه ترکیب اسیدهای چرب در بین برنج قهوه‌ای و برنج با جوانه تفاوت اندکی در میزان اولئیک اسید (18: 1 اسید چرب) و لینولنیک اسید (18: 2 اسیدهای چرب) از خود نشان داد. این اتفاق در حالی بود که دیگر ترکیبات اسیدهای چرب مشابه بودند.

در مورد گندم کامل، لینولئیک اسید (18: 2 اسید چرب) یکی از مواد تشکیل‌دهنده اصلی(۶۲.۷٪) بود. ترکیبات اسیدهای چرب برای هر کدام از دانه‌ها (برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم کامل) با نتایج بدست آمده از مطالعات قبلی و جداول استاندارد ترکیبات مواد غذایی در ژاپن (۲۰۱۳) تناقضی نداشت (Deka, Sood, & Gupta, 2000; Maraschin et al., 2008; Takano, 1993; Yoshida, Tomiyama, &Mizushina, 2010).

به منظور تایید کیفیت چربی‌های استخراج شده از روش PFE، چربی های استخراج شده از برنج قهوه‌ای بوسیله روش Folch و ترکیب اسیدهای چرب آن نیز مورد آنالیز و بررسی قرار گرفتند. تفاوتی در ترکیب اسیدهای چرب این دو روش استخراج پیدا نشد (اطلاعات نمایش داده نشده‌اند).

این یافته‌ها پیشنهاد می‌دهند که چربی‌های استخراج شده از دانه‌ها با روش  PFE برای هر دو نوع آنالیز کمی و کیفی چربی‌ها در دسترس بودند. جدول زیر ترکیبات اسیدهای چرب مربوط به برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم کامل را نشان می‌دهد:

FA : اسیدهای چرب

برنج قهوه‌ای : Brown rice

برنج با جوانه: Rice with germ

گندم کامل: Whole grain wheat

در مطالعات قبلی، اجزای غالب ذرات چربی کامل که از دانه‌های برنج قهوه‌ای و گندم کامل استخراج شده بودند مثل FFA ها، فسفولیپید‌ها و سایر ترکیبات چربی‌ها مانند چربی طبیعی بودند. 

در مورد استخراج به روش PFE با استفاده از n-hexane، ذرات چربی کامل برنج قهوه‌ای نه‌ تنها حاوی چربی‌های طبیعی ( تری-استیل گلیسرول‌ها (tri-acylglycerols (TAGs، دیاسیل گلیسرول‌ها   diacylglycerols(DAGs) و مونوآسیل گلیسرول ها monoacylglycerols(MAGs)) بودند بلکه شامل اجزای کوچک لیپولیتیک مانند FFAs، لیپیدهای قطبی و غیره می‌شدند.

تا آنجا که اثربخشی استخراج FFAها، مقدار FFAها درچربی‌های استخراج شده بوسیله روش PFE با استفاده از هگزان مشابه چربی های استخراج شده با روش Folch بود ، که بوسیله   HPLC فلورسنت با استفاده از 9-anthryldiazomethane تایید شده است (داده ها نشان داده نشده است). از طرفی دیگر، وجود چربی‌ها یا لیپیدهای قطبی در ذرات چربی کامل استخراج شده به وسیله روش PFE در TLC شناسایی گردید. همانگونه که در قسمت بالا شرح داده شد، بهره‌وری استخراج چربی‌های کامل از سبوس برنج به‌وسیله روش PFE نیز برابر آن‌هایی بود که به روش مرسوم Folch استخراج شده است. این وقایع نشان می‌دهند که چربی‌های استخراج شده از دانه‌ها به روش PFE به منظور آنالیز و بررسی بیشتر چربی‌ها مناسب خواهند بود.

۳.۲ ذخیره اسید‌های چرب آزاد یا FFA در طول دوره نگهداری

برای روشن کردن فرآیندهای فساد چربی‌ها در دانه‌های نگهداری شده، چربی (0.1 mg) استخراج شده از هر دانه بر روی TLC به کار برده و گسترش داده شد. شکل ۱ مدل‌های TLC کل چربی‌های استخراج شده از نمونه‌های آرد برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و دانه گندم کامل نگهداری شده برای مدت ۸ هفته تحت شرایط مختلف را نشان داده است. همانگونه که در شکل ۱ نشان داده شده، نتیجه نگهداری ۸ ماهه این آردها افزایشی در ترکیبات هیدرولیزشده آن‌ها، FFA ها،DAG ها، MAG ها و سایر محصولات و ترکیبات فساد بیشتر بود. و این TLC نشان داد که مقدار ترکیبات هیدرولیز شده موجود در هر آرد نگهداری‌شده در ۲۶ درجه سلسیوس بالاتر از مقدار متناظر (مشابه) مربوط به آرد نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس بود. علاوه بر این، در هر دو مورد در دماهای ۴ و ۲۶ درجه سلسیوس به نظر می‌رسید که اضافه نمودن جاذب اکسیژن، انباشت FFA در دانه را سرعت می‌بخشد.

به منظور شناسایی FFA‌های انباشت شده در این دانه‌های آسیاب‌نشده در طول دوره نگهداری، FFAهای موجود در لیپیدهای استخراج‌شده به طور جداگانه با محلول ADAM برچسب‌گذاری شدند و مشتقات فلوئورسنت آن‌ها به وسیله یک روش HPLC با استفاده از ردیابی و بازرسی فلوئورسانس، آنالیز و بررسی شد. در این آنالیز، مقدار مطلق هر FFA موجود در چربی کامل (1.0 g) استخراج شده از دانه با استفاده از یک استاندارد داخلی HPLC تعیین گردید (13:0 fatty acid). شکل ۲ نشان داد که کروماتوگرام‌های نمایشگر FFA های دارای برچسب فلوئورسانس در چربی‌های استخراج شده از آردهای برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم کامل باقی ماندند.  

ترکیب FFA های ذخیره شده در لیپید هر دانه قبل از نگهداری با ترکیب اسید چرب لیپید دانه‌ی متناظر به طور کلی سازگار نبودند (جدول ۱). با این وجود که مقدار هر FFA موجود در دانه‌ها قبل از نگهداری کوچک بود (شکل ۲ قسمت ((c)، مشخص شد هر FFA در دانه‌های آرد شده پس از گذشت ۸ هفته نگهداری در ۲۶ درجه سلسیوس، انباشته شده است (شکل ۲ قسمت‌های ((a) و (b)). مقدار FFA های کلی بر اساس تجمیع محتوای هر FFA محاسبه گردید. همانگونه که در شکل ۳ نشان داده شده است، FFA های کلی در چربی‌ها بسته به مدت زمان نگهداری آن‌ها افزایش یافته است. در مورد نمونه‌های حاوی مغز، مقادیر FFA کلی در لیپیدهای حاصل از برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم کامل (یا گندم سبوس‌دار) به ترتیب از   ۱۵mg/g(گرم از چربی‌های استخراج شده) به ۲۴ – ۲۹ mg/g، از ۱۲mg/g به ۱۵-۳۴ mg/g، و از ۱۱ mg/g به ۲۵-۳۵ mg/g بسته به شرایط نگهداری تغییر یافت. در نمونه‌های مغزدار، انباشت FFA برنج با جوانه، بیشتر و قویتر نسبت به برنج قهوه‌ای توسط شرایط نگهداری تحت تاثیر قرار گرفت.  همچنین اضافه نمودن جاذب اکسیژن به سیستم نگهداری، انباشت‌های FFA ها در این سه نوع مغز را با تفاوت‌های آماری در مقایسه با آن‌هایی که بدون جاذب اکسیژن نگهداری شده بودند، شبیه‌سازی نمود.

تا آنجا که در نمونه‌های آرد، ذخایر توده FFA در چربی‌ها در طول دوره نگهداری در دمای ۲۶ درجه سلسیوس به شکل قابل ملاحظه‌ای از مقدار آنهایی که در ۴ درجه سلسیوس نگهداری شده بودند، بالاتر بود (همانگونه که در شکل ۳ نمایش داده شده است). هنگامی که این آردها به همراه جاذب اکسیژن نگهداری (ذخیره) شدند، ذخایر FFA در این آردها دوباره بالاتر از آن‌هایی بود که بدون جاذب اکسیژن نگهداری شده بودند. به عنوان مثال، مقادیر FFA کل در چربی‌های حاصل از برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار در طول دوره نگهداری در دمای ۲۶ درجه سلسیوس برای مدت ۸ هفته به همراه جاذب اکسیژن به ترتیب از ۱۵mg/g به ۵۷mg/g، از ۱۲ mg/g به ۶۰mg/g و از ۱۱mg/g به ۷۵mg/g افزایش یافت. اثرات جاذب اکسیژن بر ذخایر (توده‌های) FFA در نمونه‌های حاوی آرد،در مقایسه با آن‌هایی که در نمونه‌های متناظر حاوی مغز بودند، زیاد بود. این نتایج با آن‌هایی که از TLC بدست آمده بودند موافقت خوبی داشتند (شکل۱).

شکل۱. کروماتوگرافی لایه نازک مربوط به یک لیپید (چربی) استخراج شده از نمونه‌های حاوی آرد برنج قهوه‌ای (A)، برنج با جوانه (B)، و گندم سبوس‌دار (C) که برای مدت ۸ هفته تحت شرایط متفاوتی نگهداری شدند. ۰.۱ میلی گرم از چربی استخراج شده بر روی هر ستون TLC قرار گرفت و گسترش داده شد. چربی استخراج شده از نمونه هر دانه قبل از نگهداری (0)، از نمونه‌های حاوی آرد نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (OA+4C)، نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (OA+26C)، نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن (4C)، نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن (26 C). ذرات چربی: تری گلیسرول‌ها (TAGs)، اسید‌های چرب آزاد (FFAs)، دیاسیل‌گلیسرول‌ها (DAGs)، مونوآسیل‌گلیسرول‌ها (MAGs).

شکل۲. HPLC های برچسب‌گذاری‌شده فلوئورسانس مربوط به مشتقات FFA موجود در نمونه‌های آرد برنج قهوه‌ای (A)، برنج با جوانه (B)، و گندم سبوس‌دار (C) نگهداری شده تحت شرایط متفاوت در مدت ۸ هفته. چربی استخراج شده از هر دانه قبل از نگهداری (c)، از نمونه‌های آرد نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (a)، از نمونه‌های آرد نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن (b). به عنوان استاندارد داخلی (13:0 fatty acid) برای آنالیز HPLC ارائه شده است.

شکل۳. مقادیر مطلق FFA های کلی انباشت شده در نمونه‌های مغز (قسمت بالایی) و در نمونه‌های آرد (قسمت پایینی) مربوط به برنج قهوه‌ای (A)، برنج با جوانه (B)، و گندم سبوس‌دار (C) نگهداری‌شده تحت شرایط مختلف و برای مدت زمان ۸ هفته. لیپید (چربی) از هر دانه قبل از نگهداری (0)، از نمونه‌های آرد نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس به همراه یک جاذب اکسیژن (4C+OA)، نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (26C+OA)، نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن (4C)، و نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن استخراج گردید.

این احتمال وجود دارد که افزودن جاذب‌های اکسیژن به سیستم نگهداری به انباشت قدری FFA در این دانه‌های آسیاب‌نشده منجر شده باشد، به خصوص در نمونه‌های حاوی آرد. 

مطالعات قبلی نشان داد که انباشت توده‌های FFA در دانه‌ها در طول دوره نگهداری به وسیله شبیه‌سازی چندین آنزیم هیدرولیتیک تسریع شد (Zhou, Robards, Helliwella, & Blanchard, 2002). در این مطالعه، همچنین آشکار شد که انباشت توده‌های FFA در دانه‌های نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس بیشتر از آن‌هایی بود که در ۴ درجه سلسیوس نگهداری شده بودند. دمای نگهداری بالا فعالیت‌های آنزیم‌های هیدرولیتیکی را ترویج (تشدید) می‌کند، بنابراین تنظیم دمای نگهداری یکی از مهم‌ترین پارامترها به منظور کنترل انباشت توده‌های FFA در دانه‌های آسیاب‌نشده خواهد بود. علاوه بر این، در این مطالعه، انباشت توده‌های FFA در نمونه‌های آرد برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار بزرگتر از مقادیر متناظر در نمونه‌های حاوی مغز بود. در مورد آسیاب‌نمودن، انباشت‌ توده‌های FFA در دانه‌های نیمه آسیاب شده، برنج با جوانه، به شکل آماری از آن‌هایی که در دانه‌های آسیاب‌نشده، برنج قهوه‌ای، و تحت شرایط نگهداری مشابه بودند، بالاتر بود (شکل ۳). این نتایج نشان دادند که رویه‌های آردسازی و آسیاب‌ نمودن فعل و انفعالات بین آنزیم‌های هیدرولیتیکی و لیپید‌ها را تشدید خواهند کرد، که نتیجه آن افزایش فعالیت‌های هیدرولیتیکی و مربوط به آزادسازی FFA ها می‌باشد. بنابراین نتایج نشان دادند که آردسازی و آسیاب‌نمودن زود هنگام در طول دوره فرآوری مواد غذایی مطلوب نخواهد بود. 

۳.۳ تغییرات در ۱۸:۲ اسید چرب در طول دوره نگهداری

در قسمت بعدی تاثیرات دمای نگهداری و جاذب اکسیژن بر روی پیشرفت‌های اکسیداسیون چربی‌ها در دانه‌های نگهداری شده مورد بررسی قرار گرفت. هنگامی که باند‌های دوتایی اسیدهای چرب غیر اشباع تحت اکسیداسیون قرار گرفتند، آن‌ها به هیدرو پراکسیدهای متناظر تبدیل شدند، که در آنالیز GC مرسوم قابل شناسایی نخواهند بود. در نتیجه، اکسیداسیون اسیدهای چرب غیر اشباع می‌تواند به وسیله کاهشی در مقدار مطلق متیل استر مربوط به اسید چرب غیر اشباع اصلی در کروماتوگرام GC، تخمین زده شود (به صورت تخمینی برآورد گردد). در این مطالعه استفاده از آرد برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار، تغییراتی در مقدار مطلق یکی از اسیدهای چرب غیر اشباع اصلی، لینولئیک اسید (۱۸:۲ اسید چرب) که در لیپیدها در طول دوره نگهداری موجود بود، مشاهده شد که به وسیله آنالیز GC و با استفاده از استاندارد داخلی (مارگاریک اسید ۱۷: ۰ اسید چرب) تحت نظارت قرار گرفت.  

همانگونه که در شکل ۴ نمایش داده شده است، مقادیر مطلق ۱۸:۲ اسید چرب در لیپیدهای استخراج شده از این سه نوع آرد کمی کاهش یافت که میزان این کاهش وابسته به دوره‌های نگهداری بود. علاوه بر این، شرایط نگهداری (دمای نگهداری یا جاذب اکسیژن) بر روی پیشرفت‌های تخریب  اکسیداتیو (فرآیند فساد اکسیداسیونی) مربوط به اسید چرب ۱۸:۲ تاثیر گذاشت، همانگونه که در شکل ۴ نشان داده شده است. کاهش مقدار مطلق اسید چرب ۱۸:۲ در دانه نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس به صورت آماری از دانه مشابهی که در ۴ درجه سلسیوس نگهداری شده بود، بزرگتر بود. مطالعات پیشین نشان دادند که اکسیداسیون اسیدهای چرب غیر اشباع در برنج به دمای نگهداری وابسته بود (Liu, 2011;Maraschin et al., 2008)، که همچنین توسط نتایج حاصل از این مطالعه نیز تایید شد. هنگامی که این دانه‌ها به همراه جاذب اکسیژن انبار و نگهداری شدند، کاهش‌ها در مقادیر اسیدهای چرب ۱۸:۲ به صورت آماری کوچکتر از مقادیر متناظر در دانه‌های نگهداری شده بدون جاذب اکسیژن بود.

به عنوان نتایج، هنگامی که این آرد‌ها در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن نگهداری شدند، در میان آن‌هایی که تحت سه نوع شرایط آزمایش دیگر نگهداری شده بودند، با بالاترین نرخ‌ها از میزان اسید چرب ۱۸:۲ کاسته شد. بدین ترتیب نشان داده شد که غلظت پایین اکسیژن که توسط جاذب اکسیژن القاء شده بود فرآیند فساد و خرابی اکسیداسیونی اسید چرب غیر اشباع را آهسته خواهد کرد. 

۳.۴ تغییر در محتوای توکوکرامانول در طول دوره نگهداری 

به دلیل اینکه جاذب اکسیژن غلظت اکسیژن را در سیستم نگهداری بسته شده (به روش پرس حرارتی) پایین می‌آورد، انتظار می‌رود که واکنش اکسیداسیونی با استفاده از اکسیژن اتمسفری   

به کندی انجام گیرد. به عنوان نتایج، مصرف آنتی اکسیدان‌ها که در اصل در خود دانه‌ها باقی مانده بودند، انتظار می‌رفت که کاهش یافته باشند. بدین ترتیب اثرات آنتی اکسیداسیونی جاذب اکسیژن به وسیله اندازه گیری محتوای توکوکرامانول‌های کلی (توکوفرول‌ها + توکوترینول‌ها) در دانه‌های نگهداری و انبار شده، مورد ارزیابی قرار گرفت. تحت شرایط آنالیز به وسیله HPLC در این مطالعه، ۸ نوع از توکوکرامانول‌ها مانند توکوفرول آلفا، بتا، گاما و سیگما و توکوترینول‌های آلفا، بتا، گاما و سیگما، به صورت جداگانه می‌توانستند تعیین شوند. کروماتوگرام HPLC نماینده مربوط به توکوکرامانول‌ها در شکل ۵ نمایش داده شده است. پیش از نگهداری، توکوفرول آلفا، توکوترینول آلفا و توکوترینول گاما جزء توکوکرامانول‌های اصلی در برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار بودند. در برنج قهوه‌ای و برنج با جوانه، توکوفرول بتا به سختی قابل شناسایی بود. از طرف دیگر، مقدار کمی توکوفرول بتا، توکوترینول بتا و توکوفرول سیگما در گندم سبوس‌دار باقی ماند. پس از نگهداری تحت شرایط متفاوت، مقدار هر  توکوفرول و توکوترینول که در دانه باقی مانده بود، کاهش یافت که نشان‌دهنده کاهش در توکوکرامانول‌های کل بود. از دست دادن توکوکرامانول‌های کل در دانه‌های آسیاب نشده و در طول یک دوره نگهداری ۸ هفته‌ای در جدول ۲ نشان داده شده است. محتواهای اولیه توکوکرامانول‌های کلی در برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار به ترتیب برابر  ۱.۳+-۲۶.۶ میکروگرم\گرم، ۱.۲+-۲۲.۸ میکروگرم\گرم 

و ۱.۲+-۲۳.۰ میکروگرم\گرم بودند. در مورد نگهداری در دمای ۴ درجه سلسیوس و به همراه جاذب اکسیژن، قادر نبودیم تا کاهش‌های آماری در توکوکرامانول‌های کلی موجود در این سه نوع نمونه مغزی را شناسایی و پیدا کنیم. ولی در مورد نگهداری در دمای ۴ درجه سلسیوس و بدون جاذب اکسیژن، مقادیر باقی‌مانده توکوکرامانول‌های کلی در برنج با جوانه و در گندم سبوس‌دار به شکل آماری با آن‌ دسته از نمونه‌ها که در دمای ۴ درجه سلسیوس و به همراه جاذب اکسیژن نگهداری شده بودند و یا حتی با آن‌هایی که قبل از انبار و نگهداری مورد بررسی قرار گرفته بودند، متفاوت بود. در حالی که توکوکرامانول‌های کل در این سه نوع نمونه حاوی مغز نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس حتی به همراه جاذب اکسیژن در مقایسه با نمونه‌های پیش از نگهداری، عینا کاهش یافت. نگهداری ۸ هفته‌ای در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن موجب کاهش قابل توجهی در توکوکرامانول‌های کلی در سه نوع نمونه‌های مغزی شد.  

نگهداری آردهای این سه نوع دانه در ۲۶ درجه سلسیوس در مقایسه با آن‌هایی که در نمونه‌های مغزی نگهداری شده در شرایط مشابه بودند، باعث از دست دادن بیشتر توکوکرامانول‌های کلی گردید. به خصوص، نگهداری آرد برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن به ترتیب باعث از دست دادن حدود ۷۵٪، ۵۸٪ و ۵۳٪ محتوا های توکوکرامانول‌های کلی اولیه گردید. این نتایج نشان دادند که افزودن جاذب اکسیژن به سیستم نگهداری می‌تواند باعث آهسته شدن مصرف توکوکرامانول‌های کلی در طول نگهداری گردد. با اینکه جاذب اکسیژن خودش آنتی‌اکسیدانی نیست (به این معنا که خاصیت آنتی اکسیدانی ندارد)، اثر آنتی اکسیدانی آن می‌تواند به وسیله مشاهده و اندازه‌گیری تغییرات در مقادیر توکوکرومانول‌های کلی باقی‌مانده در این دانه‌های نگهداری شده، ارزیابی شود. 

یکی از نتایج اصلی و مهم در این مطالعه این بود که انباشت اسیدهای چرب آزاد (FFA accumulation) متناوبا به وسیله افزودن جاذب‌های اکسیژن، تقویت شده و افزایش یافته است، هر چند که هدف ذاتی و اصلی افزودن جاذب اکسیژن به داخل سیستم نگهداری به تعویق انداختن واکنش‌های اکسیداسیونی بود که مربوط به دانه‌های آسیاب نشده می‌شدند. 

شکل ۴: مقدار مطلق ۱۸:۲ اسید چرب  موجود در  لیپیدهای نمونه‌های مغزها و آردهای برنج قهوه‌ای (A)، برنج با جوانه (B) و گندم سبوس‌دار    (C) نگهداری شده تحت شرایط مختلف برای دوره‌های ۴ و ۸ هفته‌ای.

مقادیر ۱۸:۲ اسید چرب از لیپید استخراج شده از نمونه‌های نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (دایره سفید)، نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس به همراه جاذب اکسیژن (مثلث سفید)، نگهداری شده در ۴ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن (دایره مشکی)، نگهداری شده در ۲۶ درجه سلسیوس بدون جاذب اکسیژن ( مثلث مشکی). 

فعالیت آنزیمی چربی‌ها و آنتی اکسیدان‌ها در دانه‌های آسیاب نشده مانند برنج قهوه‌ای و گندم سبوس‌دار نسبت به دانه‌های آسیاب شده بیشتر است و بنابراین بر روی مصرف نهایی و خصوصیات نگهداری آن‌ها تاثیر می‌گذارد (Adom, Sorrells, & Liu, 2005; Every, Simmons, & Ross, 2006). برای کنترل کیفیت دانه‌های آسیاب نشده در طول دوره نگهداری، بهتر است و پیشنهاد می‌شود که دمای نگهداری، پایین نگه داشته شود. دلیل این موضوع برای کاهش فعالیت‌های آنزیمی می‌باشد. استراتژی‌ها و راهکارهای دیگر برای کاهش فساد لیپیدها (چربی‌ها) در این دانه‌ها شامل کنترل غلظت اکسیژن اتمسفری در سیستم نگهداری به وسیله جاذب اکسیژن می‌باشد. زوال لیپیدهای آنزیمی از طریق فعالیت‌های لیپاز و لیپواکسیژناز رخ می‌دهد، که به صورت عمده در جوانه و سبوس این دانه‌ها واقع شده‌اند (Galliard, 1994; Loiseau, Vu, Macherel, & Le Deunff, 2001). فساد چربی‌های موجود در دانه‌ها با ترشیدگی (رنسید شدن) هیدرولیتیکی آغاز می‌شود، که واکنش‌ آنزیمی به وسیله لیپازها می‌باشد. جاذب اکسیژن بر روی این هیدرولیز آنزیمی کمتر اثربخش خواهد بود.

از سوی دیگر، لیپیدها در دانه‌های آسیاب‌نشده می‌توانند به صورت آنزیمی به وسیله لیپوکسیژناز یا از طریق اکسیداسیون خودکار به وسیله مورد حرارت یا تحت نور قرار گرفتن، اکسید شوند (Brash, 1999; Galliard, 1986a, 1986b; Robards & Kerr, 1988).  

 گرچه بدین ترتیب اکسیداسیون چربی‌ها فرآیند‌های بسیار آهسته‌تری از فساد هیدرولیتیکی چربی هستند (Galliard, 1994)، واکنش‌های اکسیداسیون لیپیدها مشارکت قابل ملاحظه‌ای در از دست دادن کیفیت محصول دارند. در واکنش‌های اکسیداسیون، لیپوکسیژنازها به گروه متیلن در بین باندهای دوگانه در اسیدهای چرب غیر اشباع، ترجیحا اسیدهای چرب اشباع نشده غیر استری شده حمله می‌کنند (Galliard, 1986a). در حالی که، اکسیداسیون خودکار به سمت لیپیدها می‌تواند به وسیله واکنش غیر آنزیمی به همراه اکسیژن اتمسفری رخ دهد. تحت هر دو مکانیزم اکسیداسیون، اکسیداسیون لیپید شامل افزودن اکسیژن به باندهای دوگانه اسیدهای چرب غیر اشباع، تشکیل دادن هیدروپراکسیدها شده که به دنبال آن شکاف زنجیره کربن به ترکیبات فرار کوچکتر تبدیل می‌شود، مانند اپوکسی‌آلدهیدها، کتون‌ها، لاکتون‌ها و فوران‌ها (Robards & Kerr, 1988). در نتیجه این فرآیندهای اکسیداسیون تحت غلظت پایین اکسیژن به آهستگی پیشرفت خواهند کرد.

در این مطالعه، آشکار شد که افزودن جاذب اکسیژن در سیستم نگهداری، انباشت اسیدهای چرب آزاد یا همان FFA ها را در برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار را تسریع کرد.

 به دلیل اینکه جاذب اکسیژن بر روی ترشیدگی (رنسید شدن) هیدرولیتیکی لیپیدها توسط لیپاز تاثیری ندارد، افزایش‌ها در انباشت‌ توده‌های FFA که توسط جاذب اکسیژن تحریک شده بودند، 

به نوعی ناشی از جلوگیری از فرآیند‌های فساد اکسیداسیونی بعدی FFA آزاد شده بود.

با این حال، از زمانی که سیستم نگهداری همراه جاذب اکسیژن به صورت کامل بسته شد (به روش پرس حرارتی یا هر روش دیگری که محفظه را کاملا بسته باشد)، رفتار آب موجود در این دانه‌ها در طول دوره نگهداری و رطوبت جوی در سیستم نگهداری ممکن است پیشرفت فرآیندهای هیدرولیزی لیپیدها در دانه‌ها را تحت تاثیر قرار دهد. اطلاعات بیشتر درباره محتوای آب موجود در این دانه‌های نگهداری شده، برای درک انباشت توده‌های FFA اضافی توسط جاذب اکسیژن، ضروری خواهد بود. اکنون ما در حال مطالعه درباره رابطه میان ثبات (استحکامات) ذخیره چربی‌ها و محتوای آب موجود این دانه‌های آسیاب نشده در طول دوره نگهداری هستیم.

 تصور می‌شود که انباشت توده FFA در دانه برای حالت رنگ پذیری برنج و به منظور افزایش در ویسکوزیته آمیلوگراف در طول دوره نگهداری، نقش حیاتی داشته و به حفظ آن‌ها کمک می‌کند (Deka et al., 2000; Noomhorm, Kongseree, & Apintanapong, 1997; Okabe, 1979; Takano, 1989). معرفی جاذب اکسیژن به سیستم نگهداری دانه‌های آسیاب شده تحت شرایطی موثر خواهد بود که فعالیت‌های هیدرولیتیکی لیپیدها سرکوب شوند. 

شکل ۵. کروماتوگرام‌های HPLC نماینده توکوکرامانول‌های استخراج شده از مغز برنج قهوه‌ای پیش از نگهداری (A) و پس از نگهداری بدون جاذب اکسیژن در دمای ۲۶ درجه سلسیوس برای یک دوره ۸ هفته‌ای (B).

جدول شماره ۲

۴. جمع‌بندی

به منظور بررسی استحکامات (ثبات و پایداری) نگهداری دانه‌های آسیاب نشده، برنج قهوه‌ای، برنج با جوانه و گندم سبوس‌دار، انباشت اسیدهای چرب آزاد، مقادیر مطلق لینولئیک اسید و همچنین میزان محتوای توکوکرامانول کلی تحت شرایط نگهداری مختلفی به عنوان شاخص‌های فساد لیپیدها، تحت نظارت و مورد بررسی قرار گرفتند. معلوم شد که نگهداری در دمای بالا و فرآیندهای آردسازی و آسیاب نمودن، فرآیند زوال و خرابی چربی (لیپید) در دانه‌های نگهداری شده را ترویج کرد. ذخیره و نگهداری به همراه جاذب اکسیژن، موجب انباشت بیشتر اسیدهای چرب آزاد در لیپید این دانه‌های آسیاب نشده گردید، ولی باعث کمتر شدن میزان کاهش‌ها در هر دوی مقدار مطلق لینولئیک اسید در لیپید و در محتواهای توکوکرامانول کل در این دانه‌ها گردید.

در مورد نگهداری دانه‌های آسیاب نشده، معرفی جاذب اکسیژن به درون سیستم نگهداری در شرایطی موثر خواهد بود که فعالیت‌های هیدرولیتیکی مربوط به لیپیدهای آن‌ها سرکوب گردند.

شرکت بسته راز سلامت پایا با هدف تولید محصولات فناورانه ای که به سلامت، کاهش ضایعات و افزایش ماندگاری مواد غدایی کمک می کند، در سال 1392 تاسیس شده است و جاذب اکسیژن بی هوا اولین محصول آن می باشد. در این مسیر در تلاشیم محصولات ما جایگزینی برای روش های سنتی نگهداری موادغذایی که اغلب آنها مانند استفاده از قرص برنج و یا گازهای سمی مانند متیل بروماید برای سلامت انسان بسیار مضر هستند باشند. جاذب های اکسیژن در ظرفیت های متنوع از 30 سی سی تا 3000 سی سی تولید می شوند. در حال حاضر تنها محصول 3000 سی سی تولید می شود و به زودی سبد محصولات تکمیل خواهد شد. برای دریافت اطلاعات بیشتر با ما در ارتباط باشید.

منابع

2. Adom, K. K., Sorrells, M. E., & Liu, R. H. (2005). Phytochemicals and antioxidant activity of milled fractions of different wheat varieties. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53, 2297e2306.
3. AOCS, American Oil Chemist’s Society. (2005). Official Method Ce 1h-05: Determination of cis-, trans-, saturated, monounsaturated and polyunsaturated fatty acids in vegetable or non-ruminant animal oils and fats by capillary GLC.
4. AOCS, Association of Official Agricultural Chemists. (1995). Official method 922.06 fat-acid hydrolysis.
5. Bender, D. A., & Mayer, P. A. (2003). Vitamins and minerals. In R. K. Murray, K. Granner, P. A. Maycs, & V. W. Rodwell (Eds.), Harper’s illustrated biochemistry (26th ed.). New York: Lange Medical Books/McGraw-Hill (45 pp.).
6. Brash, A. R. (1999). Lipoxygenases: occurrence, functions, catalysis, and acquisition of substrate. The Journal of Biological Chemistry, 274, 23679e23682.
7. Deka, S. C., Sood, D. R., & Gupta, S. K. (2000). Effect of storage on fatty acid profiles of basmati rice (Oryza sativa L.) genotypes. Journal of Food Science and Technology
8. Mysore, 37, 217e221. Doblado-Maldonado, A. F., Pike, O. A., Sweley, J. C., & Rose, D. J. (2012). Key issues
9. and challenges in whole grain wheat flour milling and storage. Journal of Cereal Science, 56, 119e128.
10. Every, D., Simmons, L. D., & Ross, M. P. (2006). Distribution of redox enzymes in mill-streams and relationships to chemical and baking properties of flour. Cereal Chemistry, 83, 57e61.
11. Folch, J., Lee, M., & Stoane-Stanley, G. H. (1957). A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. The Journal of Biological Chemistry, 226, 497e509.
12. Galliard, T. (1986a). Oxygen consumption of aqueous suspensions of wheat whole- meal, bran and germ: involvement of lipase and lipoxygenase. Journal of Cereal Science, 4, 33e50.
13. Galliard, T. (1986b). Hydrolytic and oxidative degradation of lipids during storage of whole-meal flour: effects of bran and germ components. Journal of Cereal Science, 4, 179e192.
14. Galliard, T. (1994). Rancidity in cereal products. In J. Allen, & R. Hamilton (Eds.), Rancidity in foods (3rd ed.) (pp. 141e159). London: Blackoe Academic & Professional.
15. Goffman, F. D., & Bergman, C. (2003). Hydrolytic degradation of triacylglycerols and changes in fatty acid composition in rice bran during storage. Cereal Chemistry, 80, 459e461.
16. Jensen, P. N., Sorensen, G. B., Brockhoff, P., & Bertelsen, G. (2003). Investigation of packaging systems for shelled walnuts based on oxygen absorbers. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 4941e4947.
17. JOCS. (2003a). Japan Oil Chemist’s Society, Standard method for the analysis of fats, oils and related materials. Reference3-1-3-1996, Extraction by Acid Hydrolysis.
18. JOCS. (2003b). Japan Oil Chemist’s Society, Standard method for the analysis of fats, oils and related materials, 2.4.2.2e1996 Fatty acids composition (FID Temperative Programmed Gas Chromatography).
19. Labuza, T. P. (1987). Oxygen scavenger sachets. Food Research, 32, 276e277. Liu, K. (2011). Comparison of lipid content and fatty acid composition and their distribution within seeds of 5 small grain species. Journal of Food Science, 76, C334eC342.
20. Li-Xin, L., & Fang, X. (2010). Effect of initial oxygen concentration and oxygen- barrier property of film on fat oxidation rate of packed cookies. European Food Research Technology, 231, 347e351.
21. Loiseau, J., Vu, B. L., Macherel, M. H., & Le Deunff, Y. (2001). Seed lipoxygenases: occurrence and functions. Seed Science Research, 11, 199e211. Maraschin, C., Robert, H., Boussard, A., Potus, J., Baret, J.-L., & Nicolas, J. (2008).
22. Effect of storage temperature and flour water content on lipids, lip- oxygenase activity, and oxygen uptake during dough mixing. Cereal Chemistry, 85, 372e378.
23. Mexis, S. F., & Kontominas, M. G. (2010). Effect of oxygen absorber, nitrogen flushing, packaging material oxygen transmission rate and storage conditions on quality retention of raw whole unpeeled almond kernels (Prunuts dulcis). LWT e Food Science and Technology, 43, 1e11.
24. Noomhorm, A., Kongseree, N., & Apintanapong, N. (1997). Effect of aging on the quality of glutinous rice crackers. Cereal Chemistry, 74, 12e15. Okabe, M. (1979). Texture measurement of cooked rice and its relationship to the eating quality. Journal of Texture Studies, 10, 131e152.
25. Pastorelli, S., Valzacchi, S., Rodriguez, A., & Simoneau, C. (2006). Solid-phase microextraction method for the determination of hexanal in hazelnuts as an indicator of the interaction of active packaging materials with food aroma compounds. Food Additives and Contaminants, 23, 1236e1241.
26. Peterson, D., & Qureshi, A. A. (1992). Genotype and environment effects on tocol of barley and oats. Cereal Chemistry, 70, 157e162. Prabhakar, J. V., & Venkatesh, K. V. (1986). A simple chemical method for sta-
27. bilization of rice bran. Journal of the American Oil Chemists’ Society, 63, 644e 646.
28. Ramezanzadeh, F. M., Rao, R. M., Windhauser, M., Prinyawiwatkul, W., & Marshall, W. E. (1999). Prevention of oxidative rancidity in rice bran during storage. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 47, 2997e3000. Robards, K., & Kerr, A. F. (1988). Rancidity and its measurement in edible oils and snack food: a review. Analyst, 113, 213e224.
29. Rose, D. J., Ogden, L. V., Dunn, M. L., & Pike, O. A. (2008). Enhanced lipid stability in whole grain wheat flour by lipase inactivation and antioxidant retention. Cereal Chemistry, 2, 218e223.
30. Shin, T. S., & Godber, J. (1993). Improved high-performance liquid chromatography of vitamin E vitamers on normal-phase columns. Journal of American Oil Chemists’ Society, 70, 1289e1291.
31. Suzuki, Y. (2011). Isolation and characterization of a rice (Oryza sativa L.) mutant deficient in seed phospholipase D, an enzyme involved in the degradation of oil-body membranes. Crop Science, 51, 567e573.
32. Takano, K. (1989). Studies on the mechanism of lipid-hydrolysing in rice brans. Journal of Japanese Society of Food Science and Technology, 36, 519e524.
33. Takano, K. (1993). Advances in cereal chemistry and technology in Japan. Cereal Foods World, 38, 695e698.
34. Tarr, C. R., & Clingeleffer, P. R. (2005). Use of an oxygen absorber for disinfestation of consumer packages of dried vine fruit and its effect on fruit colour. Journal of Stored Products Research, 41(1), 77e89.
35. Yoshida, H., Tanigawa, T., Yoshida, N., Kuriyama, I., Tomiyama, Y., & Mizushina, Y. (2011). Lipid components, fatty acid distributions of triacylglycerols and phospholipids in rice brans. Food Chemistry, 129, 479e484.
36. Yoshida, H., Tomiyama, Y., & Mizushina, Y. (2010). Lipid components, fatty acid and triacylglycerol molecular species of black and red rices. Food Chemistry, 123, 210e215.
37. Yoshida, T., Uetake, A., Yamaguchi, H., Nimura, N., & Kinoshita, T. (1988). New preparation method for 9-anthryldiazomethane (ADAM) as a fluorescent la- beling reagent for fatty acids and derivatives. Analytical Biochemistry, 173, 70e
38. Zhou, Z., Robards, K., Helliwella, S., & Blanchard, C. (2002). Aging of stored rice: changes in chemical and physical attributes. Journal of Cereal Science,
39. 35, 65e78.